一、载体两性电解质的选择

二、灌胶（实验灌制8cm×7cm×0.75mm pH4-6变性等电聚焦凝胶，其他pH范围等电聚焦可以参考表格来配置。）

1.材料准备：水：5.4ml； 储存液1）：2.0 ml； 载体两性电解质溶液pH3.5-10 48μl； 载体两性电解质溶液pH4-6 240μl； 超纯尿素 6.0 g ；10％过硫酸胺25μl； TEMED：20μl

2.灌胶步骤：1）组装灌胶器；2）将尿素、水、溶液1）和载体两性电解质溶液混匀，避免剧烈摇动，轻微加热尿素溶解更快（带手套，丙稀酰胺有毒）；3）加入过硫酸胺和TEMED，轻轻混匀（开始聚合，操作要迅速）；4）将上述混匀溶液倒如灌胶器（尽量避免气泡产生）；5）插入梳子，将梳子侵入胶内（不要产生气泡）；6）聚合约1小时；7）聚合完成，小心拔去梳子；8）将凝胶同冷却装置连接后插入电泳池，蛋白样品上样前最好用阳极电极液注入上槽中确定是否有渗漏。

3.样品制备和上样（上样前冲去上样空底部未聚合的丙稀酰胺，否则电泳过程中会发生聚合）：

一般不同厚度的凝胶，不同的梳孔数目会有不同的上样量，例如：0.75mm厚、15孔的凝胶每孔最大上样量大约15μl。

变性凝胶上样缓冲液2×Buffer（适用于pH4-6）：1）尿素：2.4g；2）pH3.5-10载体两性电解质：20μl；3）pH4-6载体两性电解质：100μl；4）20%Triton X——100：500μl：5）2——巯基乙醇：50μl；双蒸水：1.7ml；1％溴酚蓝：200μl

三、电泳

1.电泳液：上槽中加入阴极电泳液（20mM氢氧化钠：须由1M储存液新鲜配置）；下槽中加入阳极电泳液（10mM磷酸：须由1M储存液新鲜配置）。

2.将蛋白样品于等体积的2×上样缓冲液混合，10000×g离心5min以除去蛋白质沉淀。用微量注射器将蛋白质样品加入到上样空底部，注意不要溢出来。注意：对于考马斯亮蓝染色液来说，每个泳道10-30ug的蛋白混合粗提物（我们俗称粗抗原）或者5-10ug单一蛋白组分是较合理的上样浓度。

3.接好电极，恒压150V电泳30min。恒压200V电泳2.5h，开始时候控制电流为10mA左右，在聚焦过程中电流有所下降，电泳内室温度在电泳的过程中将升至40——50摄氏度。

四、电泳聚焦后处理

1.测定pH梯度：

（1）将凝胶条切成0.5cm或1cm的小片；

（2）将每小片凝胶在1ml 10mM KCl中 浸泡30min；

（3）测读此KCl溶液的pH值。

2.凝胶的固定：

（1）将凝胶于10%三氯乙酸中浸泡10min；

（2）换成1%三氯乙酸溶液继续浸泡至少2h以上，以去除载体两性电解质，浸泡过夜可以更好的降低考马斯亮蓝对载体两性电解质的染色。

3.凝胶的染色：用考马斯亮蓝染色，然后脱色，制成干胶。

2.不同品牌的载体两性电解质性质上有细微的差别，使用不同来源的载体两性电解质凝胶时候蛋白质分离样式略有差异，若要获得最好的重复性一般不要更换载体两性电解质的品牌；

3.通常，窄范围的pH梯度可以提高分辨率，但是需要时间也比较常，pH梯度范围为2是较好的选择；

4.由于电源和凝胶冷却系统的限制，最长的凝胶长度为8——10cm，实际上，分别电泳几块不同的pH梯度的凝胶比只电泳一块较长凝胶效果更好；

5.当等电聚焦电泳时间很长时候（>3000V·h），由于载体两性电解质不稳定造成的阴极漂移将成为严重问题，阴极漂移会破坏pH梯度，尤其是pH8以上的梯度，为了克服此问题，开发了一种较短时间（1600V·h）完成等电聚焦电泳的技术，即非平衡pH梯度电泳，这样可以在高pH范围内聚焦蛋白质，但该方法不能用来测定蛋白质等电点。

6.尿素可以促进蛋白质溶解，并消除蛋白质——蛋白质及蛋白质——脂类相互作用，可增加聚焦速度和提高分辨率，同时抑制阴极漂移，但是也要注意变性蛋白质的等电点可能同天然蛋白有所差异。

7.若蛋白溶液中含有SDS，可加入尿素至终浓度8M，在高浓度的尿素下，SDS同蛋白质的相互作用极小。

8.在变性液中加入2%Triton X——100以保证蛋白质（尤其是膜蛋白）的充分溶解，有些作者推荐使用如CHAPS和Zwittergent3——14等两性离子去垢剂；

9.超薄凝胶（50-500um）比常用标准等电聚焦更有优势，因为高电场强度和更佳的冷却效果使聚焦速度更快，分辨率更高。

10.在聚丙烯酰胺等电聚焦凝胶中，高分子量蛋白质（>750kd）常常表现异常的迁移行为，琼脂糖凝胶或琼脂糖——丙稀酰胺凝胶较适用于高分子量蛋白质。

11.考马斯亮蓝染色中，三氯乙酸固定后用0.25％SDS的乙醇：醋酸：水（33：10：57）溶液洗涤凝胶10-30min可以进一步改善染色效果。SDS同载体两性电解质结合后可以更好的去除载体两性电解质。

1.若产生模糊条带则证明聚焦不完全，这可能是由于电泳中的问题或大分子蛋白质限制了其在凝胶中的迁移能力。若聚焦时间过长或过短，条带的分辨率会下降。增加电压梯度可以使带形更加锐利。高分子量蛋白质在琼脂糖凝胶中可以聚焦的更好。

2.产生歪斜的条带通常由于不正确的pH梯度，检查电极是否洁净，是否同凝胶链接良好，同时应该注意凝胶的边缘效应。

3.蛋白带的纹理现象是等电聚焦中经常遇到的问题，可能是一下原因：

（1）蛋白质聚集或沉淀（尤其在等电点附近），或上样量过大，8M尿素通常用来防止蛋白质聚集，去垢剂Triton X——100和NP——40常用来防止膜蛋白的聚集，所以上样前一定要离心以除去不溶解的颗粒；

（2）样品中残存核酸，可以采用多种方法去除核酸污染，如酸抽提、盐沉淀、核酸酶消化等；

（3）蛋白质修饰，非超纯级的尿素中的异氰酸盐污染物可能导致蛋白质的氨甲酰化，预电泳可以去除异氰酸盐，蛋白质样品处理或储存不当会发生包括Cys残基氧化，Asn或Gln残基去氨基化等修饰过程；

（4）波浪形条带常由于样品中盐浓度过高，有时候载体两性电解质或电极液不纯或电极不洁净也会产生波浪形条带；

（5）电极同凝胶连接不平行，配置凝胶时候试剂不纯，载体两性电解质浓度过低可导致不均等的pH梯度，若凝胶碱性部分pH梯度丢失，其可能原因是阳极飘移，可以补充pH9——11的载体两性电解质或进行非平衡pH梯度电泳；

（6）染色时候高背景的产生可能由于固定后载体两性电解质仍残留于凝胶中，增加1％三氯乙酸的固定时间可解决；

（7）蛋白质条带丢失或过淡可能由于蛋白质分子量较低（<10kDa〉或蛋白质在固定中未被变性，增加三氯乙酸浓度或使用戊二醛固定即可；

（8）复杂的蛋白质混合物等电聚焦后可以产生相互重叠的斑点，改变等电聚焦凝胶pH范围可以解决此问题。进一步的蛋白质纯化或免疫沉淀处理可以避免重叠斑点的产生。